Efectos de la criopreservación a largo plazo y producción de mejillones (mytilus galloprovincialis) a partir de larvas criopreservadas

  1. Pablo Heres 1
  2. Jesús Troncoso 1
  3. Estefanía Paredes 1
  1. 1 ECOCOST. Universidad de Vigo
Revista:
Investigación: cultura, ciencia y tecnología

ISSN: 1889-4399

Ano de publicación: 2022

Número: 28

Páxinas: 8-21

Tipo: Artigo

DIALNET GOOGLE SCHOLAR lock_openAcceso aberto editor

Outras publicacións en: Investigación: cultura, ciencia y tecnología

Resumo

La industria de la acuicultura de moluscos requiere del desarrollo de metodologías que fomenten la autosuficiencia y sostenibilidad de los recursos pesqueros. El objetivo de este trabajo consistió en estudiar la capacidad de producir mejillones adultos (Mytilus galloprovincialis) a partir de larvas criopreservadas y en evaluar posibles efectos del proceso de criopreservación en dos generaciones sucesivas. La criopreservación de larvas D de 72 horas de edad produjo una tasa de supervivencia a corto plazo de un 75%. Tras más de 20 días de cultivo, sobrevivieron un 5,26% de las larvas criopreservadas de la primera generación (F1), de las cuales, más del 70% fueron capaces de asentarse al sustrato. En el experimento de criopreservación con la siguiente generación de larvas (F2) se obtuvieron 0,15% de semilla de mejillón de larvas criopreservadas, cuyo éxito de asentamiento osciló entre el 35 y 50%. Se apreció un retraso del crecimiento de larvas criopreservadas con respecto al grupo control, con tendencia a disminuir con el tiempo, de forma que a partir del momento del asentamiento no se encontraron diferencias significativas en el tamaño de la concha entre tratamientos (p>0,05). Esta investigación llevada a cabo a largo plazo demuestra que es posible la obtención de mejillones adultos totalmente funcionales a partir de larvas criopreservadas y constata por primera vez que la técnica de criopreservación no compromete la calidad y la viabilidad de progenies consecutivas.

Referencias bibliográficas

  • Adams, S. L.; Tervit, H. R.; McGowan, L. T.; Smith, J. F.; Roberts, R. D.; Salinas-Flores, L.; Gale, S. L.; Webb, S. C.; Mullen, S. F., & Critser, J. K. (2009). Towards cryo preservation of Greenshell™ mussel (Perna canaliculus) oocytes. Cryobiology 58 (1): 69-74.
  • Azizi, G.; Layachi, M.; Akodad, M.; Ngadi, H.; Baghour, M.; Skalli, A., & Ghalit, M. (2020). Assessment of Heavy Metals (Fe, Cu and Ni) Contamination of Seawater and Mussel, Mytilus galloprovincialis, from Al Hoceima Moroccan Coasts. EasyChair 22:1-6.
  • Beiras R.; Fernández, N.; Besada, V.; González-Quijano, A., & Nunes, T. (2003). Integrative assessment of marine pollution in Galician estuaries using sediment chemistry, mussel bioaccumulation, and embryo-larval toxicity bioassays. Chemosphere 52: 1209-1224.
  • Coffman, J. A.; Coluccio, A.; Planchart, A., & Robertson, A. J. (2009). Oral– aboral axis specification in the sea urchin embryo: III. Role of mitochondrial redox signaling via H2O2 Dev Biol 330: 123-130.
  • Gale, S. L.; Burritt, D. J.; Tervit, H. R.; Adams, S. L., & McGowan, L. T. (2014). An investigation of oxidative stress and antioxidant biomarkers during Greenshell mussel (Perna canaliculus) oocyte cryopreservation. Theriogenology 82: 779-789.
  • Hayes, W. J. Jr. (1991). Dosage and other factors influencing toxicity in Handbook of Pesticide Toxicology (eds. Hayes, W. J. Jr.; Laws, E. R. Jr.), Academic Press, San Diego, 1: 39-105.
  • Heres, P.; Rodríguez-Riveiro, R.; Troncoso J.; Paredes, E. Toxicity tests of cryoprotecting agents for Mytilus galloprovincialis (Lamark, 1819) early developmental stages. Criobiology 86, 40-46 (2019). https://doi. org/10.1016/j.cryobiol.2019.01.001.
  • Heres, P.; Troncoso, J., & Paredes, E. (2021). Larval cryopreservation as new management tool for threatened clam fisheries. Sci. Rep. 11: 15428. https:// doi.org/10.1038/s41598-021-94197-2.
  • Heres, P.; Vignier, J.; Copedo, J.; Berry, J.; Paredes, E., & Adams, S. L. (2020). Development of a method to cryopreserve Greenshell musselTM (Perna canaliculus) veliger larvae. Cryobiology 96: 37-44. https://doi. org/10.1016/j.cryobiol.2020.08.010.
  • His, E.; Seaman, M. N., & Beiras, R. (1997). A simplification the bivalve embryogenesis and larval development bioassay method for water quality assessment. Water Res. 31: 351-355 https://doi.org/10.1016/S0043- 1354(96)00244-8.
  • Klöckner, K.; Rosenthal, H., & Willführ, J. (1985). Invertebrate bioassays with North Sea water samples. I. Structural effects on embryos and larvae of serpulids, oysters and sea urchins. HelgoländerMeeresunters 39: 1-19. https://doi.org/10.1007/BF01997515.
  • Labbé, C.; Haffray, P.; Mingant, C., & Quittet, B. (2018). Cryopreservation of Pacific oyster (Crassostrea gigas) larvae: revisiting the practical limitations and scaling up the procedure for application to hatchery. Aquaculture 488: 227-234.
  • Len, J. S.; Koh, W., & Tan, S. X. (2019). The roles of reactive oxygen species and antioxidants in cryopreservation. Bioscience reports, 39 (8): BSR20191601. https://doi.org/10.1042/BSR20191601.
  • Liu, Y.; Gluis, M.; Miller-Ezzy, P.; Qin, J.; Han, J.; Zhan, X., & Li, X. (2020). Development of a programmable freezing technique on larval cryopreservation in Mytilus galloprovincialis. Aquaculture 516: 734554. https://doi.org/10.1016/j.aquaculture.2019.734554.
  • Mytilus galloprovincialis, Food and Agriculture Organization of the United Nations (FAO) (Fisheries and Aquaculture Department) [http://www.fao.org/ fishery/culturedspecies/Mytilus_galloprovincialis/en-consulted 01/05/2022].
  • Newman, M. C. (1995). Quantitative Methods in Aquatic Ecotoxicology. Advances in Trace Substances Research, Lewis Publishers.
  • Paredes, E. (2016). Biobanking of a Marine Invertebrate Model Organism: The Sea Urchin. J. Mar. Sci. Eng. 4(1): 7. https://doi.org/10.3390/ jmse4010007.
  • Paredes, E. (2015). Exploring the evolution of marine invertebrate cryopreservation-Landmarks, state of the art and future lines of research, Cryobiology 71 2: 198-209. https://doi.org/10.1016/j.cryobiol.2015.08.011.
  • Paredes, E.; Bellas, J., & Adams, S. L. (2013). Comparative cryopreservation study of trochophore larvae from two species of bivalves: Pacific oyster (Crassostrea gigas) and Blue mussel (Mytilus galloprovincialis). Cryobiology 67: 274-279.
  • Picker, M. D., & Griffiths, C. L. (2011). Alien and Invasive Animals - A South African Perspective, Randomhouse-Struik House Publishers, Cape Town, Suráfrica, pp. 240.
  • Ragg, N. L. C.; King, N.; Watts, E., & Morrish, J. (2010). Optimizing the delivery of the key dietary diatom Chaetoceros calcitrans to intensively cultured Greenshell™ mussel larvae, Perna canaliculus. Aquaculture 306, 1–4: 270-280. https://doi.org/10.1016/j.aquaculture.2010.05.010.
  • Rodríguez-Riveiro, R.; Heres, P.; Troncoso, J.; Paredes, E. (2019). Long term survival of cryopreserved mussel larvae (Mytilus galloprovincialis). Aquaculture 512: 734326. https://doi.org/10.1016/j.aquaculture.2019.734326.
  • Rusk, B (2012). Development of the New Zealand Mussel Perna canaliculus and Effects of Cryopreservation, Auckland University of Technology, pp. 16-90.
  • Rusk, A. B.; Alfaro, A. C.; Young, T.; Watts, E., & Adams, S.L. (2020). Development stage of cryopreserved mussel (Perna canaliculus) larvae influences post-thaw impact on shell formation, organogenesis, neurogenesis, feeding ability and survival. Cryobiology 93: 121-132 https:// doi.org/10.1016/j.cryobiol.2020.01.021.
  • Sokal, R. R., & Rohlf, F. J. (1995). Biometry: The Principles and Practice of Statistics in Biological Research Company, cop. (Eds. Freemand, W.H) 3rd ed.
  • Stebbing, A. R. D.; Akesson, B.; Calabrese, A.; Gentile, J. H.; Jensen, A., & Lloid, R. (1980). The role of bioassays in marine pollution monitoring in Bioassay Panel Report, Rapports et Process-verbaux des Reunions du Conseil Permanent International pour I'Exploration de la Mer. 179. pp. 322-332.
  • Suquet, M.; Labbé, C.; Puyo, S.; Mingant, C.; Quittet, B.; Boulais, M.; Queau, I.; Ratiskol, D.; Diss, B., & Haffray, P. (2014). Survival, Growth and Reproduction of Cryopreserved Larvae from a Marine Invertebrate, the Pacific Oyster (Crassostrea gigas). PLOS ONE 9(4): e93486 https://doi. org/10.1371/journal.pone.0093486.
  • Symonds J. E.; Clarke, S. M.; King, N.; Walker, S.P .; Blanchard, B.; Sutherland, D.; Roberts, R.; Preece, M. A.; Tate, M.; Buxton, P., & Dodds, K. G. (2019). Developing Successful Breeding Programs for New Zealand Aquaculture: A Perspective on Progress and Future Genomic Opportunities. Front. Genet. https://doi.org/10.3389/fgene.2019.00027.
  • Ventura, A.; Sculz, S., & Dupont, S. (2016). Maintained larval growth in mussel larvae exposed to acidified under-saturated seawater. Sci. Rep. 6: 23728 https://doi.org/10.1038/srep23728.
  • Yancheva, V.; Stoyanova, S.; Georgieva, E., & Velcheva, I. G. (2018). Mussels in Ecotoxicological Studies-Are They Better Indicators for Water Pollution Than Fish? Ecologia Balkanica. 10: 57-84.
  • Zhang, T. T. (2004). Cryopreservation of gametes and embryos of aquatic species. In: (eds, Fuller, B. J., Lane, N., & Benson, E. E.) Life in the Frozen State: CRC Press, pp. 415-435.
Fonte de datos: Dialnet